Температурно-зависимые конформационные изменения бета-амилоида 42 в билипидных слоях DPPC

Дополнительно

Прислана: 05.03.2026; Принята: 01.06.2026; Опубликовано 25.06.2026;
Просмотры: 0; Загружено: 0

Как цитировать

Х. А. А. Абдельджаваад, Е. Арынбек, К. Маматкулов, Хюи Ле Дюк, Г. Арзуманян "Temperature-dependent conformational changes of amyloid-β42 in DPPC bilayers" Natural Sci. Rev. 3 100704 (2026)
https://doi.org/10.54546/NaturalSciRev.100704
Х. А. А. Абдельджаваад1,2,3,a, Е. Арынбек1,4,5, К. Маматкулов1, Хюи Ле Дюк1,6,7, Г. Арзуманян1
  • 1Объединенный институт ядерных исследований, Дубна, Россия
  • 2Академия научных исследований и технологий (ASRT), Каир, Египет
  • 3Кафедра химии, факультет естественных наук, Университет Миния, Миния, Египет
  • 4Факультет физики и технологии, Казахский национальный университет им. аль-Фараби, Алматы, Казахстан
  • 5Институт ядерной физики, Алматы, Казахстан
  • 6Институт физики Вьетнамской академии наук и технологий, Ханой, Вьетнам
  • 7Высшая школа науки и технологий, Вьетнамская академия науки и технологий, Ханой, Вьетнам
  • akhlood@jinr.ru
DOI: 10.54546/NaturalSciRev.100704
Ключевые слова: бета-амилоид 42, рамановская спектроскопия, круговой дихроизм, DPPC, молекулярно-динамическое моделирование
Категории: Физика , Физика конденсированного состояния (эксперимент)
PDF (Английский)

Аннотация

На конформационное поведение пептида амилоида-β42 (Aβ42) существенное влияние оказывает физическое состояние окружающего его липидного окружения. Влияние температуры на структуру Aβ42 в бислоях дипальмитоилфосфатидилхолина (DPPC) исследовалось с использованием методов кругового дихроизма (КД), рамановской спектроскопии и молекулярной динамики (МД). В исследовании рассматривались две температурные фазы: комнатная температура (RT ≈ (25±2)°C), соответствующая гель-фазе DPPC, и (48±2)°C, отвечающая жидкокристаллической фазе, выше температуры фазового перехода липидов. Измерения методом КД-спектроскопии показали явный температурно-зависимый структурный переход пептида. При комнатной температуре пептид Aβ42 характеризовался конформацией, обогащенной β-структурами, тогда как при температуре (48±2)°C спектры указывали на заметное увеличение доли α-спиралей, что свидетельствует об усилении упорядоченности полипептидной цепи в условиях жидкофазного состояния. Рамановский спектральный анализ подтвердил эту тенденцию, продемонстрировав увеличение вклада α-спиральных компонентов, сопровождающееся уменьшением доли β-структур при нагревании. Незначительные изменения колебательных маркеров липидов также указывали на повышенную гибкость ацильных цепей и возросшую текучесть бислоя в высокотемпературном состоянии. Кроме того, МД-моделирование выявило увеличение содержания α-спиральных структур и более глубокое внедрение пептидов в неупорядоченный бислой по сравнению с упорядоченной гелевой фазой. Результаты экспериментальных и вычислительных исследований показывают, что текучесть мембраны выше фазового перехода DPPC способствует стабилизации α-спиральной структуры Aβ42. Также подчёркивается важность температуры как ключевого параметра, который определяет конформационное равновесие между пептидами и липидами. Полученные результаты обеспечивают фундаментальную основу для понимания того, как температурные условия модулируют взаимодействия амилоида с мембраной, что важно для выяснения ранних молекулярных событий, связанных с патологиями, вызванными амилоидом.

Поддерживающие организации

The authors have benefited from useful access to the Hybrilit heterogeneous computing platform, which was kindly provided by MLIT JINR.

Библиографические ссылки

[1] D. J. Selkoe, J. Hardy, The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years, EMBO Mol. Med. 8 (2016) 595.

[2] F. Chiti, C. M. Dobson, Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade, Ann. Rev. Biochem. 86 (2017) 27.

[3] N. G. Sgourakis, Y. Yan, S. A. McCallum, C. Wang, A. E. Garcia, The Alzheimer’s peptides Abeta40 and 42 adopt distinct conformations in water: A combined MD/NMR study, J. Mol. Biol. 368 (2007) 1448.

[4] S. Chakraborty, P. Das, Emergence of alternative structures in amyloid beta 1–42 monomeric landscape by N-terminal hexapeptide amyloid inhibitors, Sci. Rep. 7 (2017) 9941.

[5] L. Tran, N. Basdevant, C. Prévost, T. Ha-Duong, Structure of ring-shaped Aβ42 oligomers determined by conformational selection, Sci. Rep. 6 (2016) 21429.

[6] S. De, D. C. Wirthensohn, P. Flagmeier, C. Hughes, F. A. Aprile, F. S. Ruggeri, D. R. Whiten, D. Emin, Z. Xia, J. A. Varela, P. Sormanni, F. Kundel, T. P. J. Knowles, C. M. Dobson, C. Bryant, M. Vendruscolo, D. Klenerman, Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms, Nat. Commun. 10 (2019) 1541.

[7] I. V. J. Murray, L. Liu, H. Komatsu, K. Uryu, G. Xiao, J. A. Lawson, P. H. Axelsen, Membranemediated amyloidogenesis and the promotion of oxidative lipid damage by amyloid beta proteins, J. Biol. Chem. 282 (2007) 9335.

[8] V. Corradi, B. I. Sejdiu, H. Mesa-Galloso, H. Abdizadeh, S. Y. Noskov, S. J. Marrink, D. P. Tieleman, Emerging diversity in lipid–protein interactions, Chem. Rev. 119 (2019) 5775.

[9] M. P. Muller, T. Jiang, C. Sun, M. Lihan, S. Pant, P. Mahinthichaichan, A. Trifan, E. Tajkhorshid, Characterization of lipid–protein interactions and lipid-mediated modulation of membrane protein function through molecular simulation, Chem. Rev. 119 (2019) 6086.

[10] S. Ciudad, E. Puig, T. Botzanowski, M. Meigooni, A. S. Arango, J. Do, M. Mayzel, M. Bayoumi, S. Chaignepain, G. Maglia, S. Cianferani, V. Orekhov, E. Tajkhorshid, B. Bardiaux, N. Carulla, Aβ(1–42) tetramer and octamer structures reveal edge conductivity pores as a mechanism for membrane damage, Nat. Commun. 11 (2020) 3014.

[11] M. F. M. Sciacca, C. La Rosa, D. Milardi, Amyloid-Mediated Mechanisms of Membrane Disruption, in: Biophysica, 2021, p. 137.

[12] O. Crescenzi, S. Tomaselli, R. Guerrini, S. Salvadori, A. M. D’Ursi, P. A. Temussi, D. Picone, Solution structure of the Alzheimer amyloid β-peptide (1–42) in an apolar microenvironment, Eur. J. Biochem. 269 (2002) 5642.

[13] T. R. Molugu, R. L. Thurmond, T. M. Alam, T. P. Trouard, M. F. Brown, Phospholipid headgroups govern area per lipid and emergent elastic properties of bilayers, Biophys. J. 121 (2022) 4205.

[14] P. Maleš, Z. Brkljača, I. Crnolatac, D. Petrov, D. Bakarić, Phase-dependent adsorption of myelin basic protein to phosphatidylcholine lipid bilayers, Membranes (Basel) 14 (2024).

[15] J. F. Nagle, S. Tristram-Nagle, Structure of lipid bilayers, Biochim. Biophys. Acta 1469 (2000) 159.

[16] W. Chen, F. Duša, J. Witos, S.-K. Ruokonen, S. K. Wiedmer, Determination of the main phase transition temperature of phospholipids by nanoplasmonic sensing, Sci. Rep. 8 (2018) 14815.

[17] N. Kučerka, M. P. Nieh, J. Katsaras, Fluid phase lipid areas and bilayer thicknesses of commonly used phosphatidylcholines as a function of temperature, Biochim. Biophys. Acta 1808 (2011) 2761.

[18] G. Neunert, J. Tomaszewska-Gras, A. Baj, M. Gauza-W lodarczyk, S. Witkowski, K. Polewski, Phase transitions and structural changes in DPPC liposomes induced by a 1-carba alphatocopherol analogue, Molecules 26 (2021).

[19] R. N. Lewis, R. N. McElhaney, Fourier transform infrared spectroscopy in the study of lipid phase transitions in model and biological membranes: Practical considerations, Methods Mol. Biol. 400 (2007) 207.

[20] D. A. Pink, S. McNeil, B. Quinn, M. J. Zuckermann, A model of hydrogen bond formation in phosphatidylethanolamine bilayers, Biochim. Biophys. Acta 1368 (1998) 289.

[21] V. A. Lorenz-Fonfria, Infrared difference spectroscopy of proteins: From bands to bonds, Chem. Rev. 120 (2020) 3466.

[22] S. M. Kelly, T. J. Jess, N. C. Price, How to study proteins by circular dichroism, Biochim. Biophys. Acta 1751 (2005) 119.

[23] S. U. Sane, S. M. Cramer, T. M. Przybycien, A holistic approach to protein secondary structure characterization using Amide I band Raman spectroscopy, Anal. Biochem. 269 (1999) 255.

[24] N. J. Greenfield, Using circular dichroism spectra to estimate protein secondary structure, Nat. Protoc. 1 (2006) 2876.

[25] P. S. Kumagai, A. P. U. Araujo, J. L. S. Lopes, Going deep into protein secondary structure with synchrotron radiation circular dichroism spectroscopy, Biophys. Rev. 9 (2017) 517.

[26] Z. D. Schultz, I. W. Levin, Vibrational spectroscopy of biomembranes, Ann. Rev. Anal. Chem. (Palo Alto Calif) 4 (2011) 343.

[27] P. N. Jemmett, D. C. Milan, R. J. Nichols, T. Howitt, A. L. Martin, T. Arnold, J. L. Rawle, C. L. Nicklin, T. R. Dafforn, L. R. Cox, S. L. Horswell, Influence of the lipid backbone on electrochemical phase behavior, Langmuir 38 (2022) 14290.

[28] A. Botan, F. Favela-Rosales, P. F. J. Fuchs, M. Javanainen, M. Kanduč, W. Kulig, A. Lamberg, C. Loison, A. Lyubartsev, M. S. Miettinen, L. Monticelli, J. Määttä, O. H. S. Ollila, M. Retegan, T. R´og, H. Santuz, J. Tynkkynen, Toward atomistic resolution structure of phosphatidylcholine headgroup and glycerol backbone at different ambient conditions, J. Phys. Chem. B 119 (2015) 15075.

[29] J. A. Lemkul, D. R. Bevan, Destabilizing Alzheimer’s beta(42) protofibrils with morin: Mechanistic insights from molecular dynamics simulations, Biochem. 49 (2010) 3935.

[30] N. Sreerama, R. W. Woody, A self-consistent method for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism, Anal. Biochem. 209 (1993) 32.

[31] S. W. Provencher, J. Gl¨ockner, Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism, Biochem. 20 (1981) 33.

[32] N. Sreerama, R. W. Woody, Estimation of protein secondary structure from circular dichroism spectra: Comparison of CONTIN, SELCON, and CDSSTR methods with an expanded reference set, Anal. Biochem. 287 (2000) 252.

[33] S. Jo, T. Kim, V. G. Iyer, W. Im, CHARMM-GUI: A web-based graphical user interface for CHARMM, J. Comput. Chem. 29 (2008) 1859.

[34] S. Tomaselli, V. Esposito, P. Vangone, N. A. J. van Nuland, A. M. J. J. Bonvin, R. Guerrini, T. Tancredi, P. A. Temussi, D. Picone, The α-to-β conformational transition of Alzheimer’s Aβ-(1–42) peptide in aqueous media is reversible: A step by step conformational analysis suggests the location of β conformation seeding, ChemBioChem 7 (2006) 257.

[35] W. L. Jorgensen, J. Chandrasekhar, J. D. Madura, R. W. Impey, M. L. Klein, Comparison of simple potential functions for simulating liquid water, J. Chem. Phys. 79 (1983) 926.

[36] J. Huang, A. D. MacKerell, Jr. CHARMM36 all-atom additive protein force field: Validation based on comparison to NMR data, J. Comput. Chem. 34 (2013) 2135.

[37] K. A. A. Abdeljawaad, Y. Arynbek, K. Mamatkulov, H. Duc Le, M. A. A. Ibrahim, G. A. H. Mekhemer, G. Arzumanyan, pH modulates amyloid-β42 conformation in lipid membranes: Evidence from circular dichroism, Raman spectroscopy, and molecular dynamics simulations, J. Biomol. Struct. Dyn. (2025) 1.

[38] M. J. Abraham, T. Murtola, R. Schulz, S. P´all, J. C. Smith, B. Hess, E. Lindahl, GROMACS: High performance molecular simulations through multi-level parallelism from laptops to supercomputers, SoftwareX 1–2 (2015) 19.

[39] M. Parrinello, A. Rahman, Polymorphic transitions in single crystals: A new molecular dynamics method, J. Appl. Phys. 52 (1981) 7182.

[40] T. Darden, D. York, L. Pedersen, Particle mesh Ewald: An N · log (N) method for Ewald sums in large systems, J. Chem. Phys. 98 (1993) 10089.

[41] W. Humphrey, A. Dalke, K. Schulten, VMD: Visual molecular dynamics, J. Mol. Graph. 14 (1996) 33.

[42] S. Zavatski, H. Bandarenka, L. Hetma´nczyk, J. Hetma´nczyk, M. Vorobyeva, Y. Arynbek, K. Mamatkulov, G. Arzumanyan, Model phospholipid interaction with cholesterol and melatonin: Raman spectroscopy and density functional theory study, J. Raman Spectrosc. 53 (2022) 1540.

[43] S. Kint, P. H. Wermer, J. R. Scherer, Raman spectra of hydrated phospholipid bilayers. 2. Water and head-group interactions, J. Phys. Chem. 96 (1992) 446.

[44] A. Lörincz, J. Mihály, C. Németh, A. Wacha, A. Bóta, A. Effects of ursolic acid on the structural and morphological behaviours of dipalmitoyl lecithin vesicles, Biochim. Biophys. Acta (BBA) — Biomembr. 1848 (2015) 1092.

[45] A. Fasanella, K. Cosentino, A. Beneduci, G. Chidichimo, E. Cazzanelli, R. C. Barberi, M. Castriota, Thermal structural evolutions of DMPC-water biomimetic systems investigated by Raman spectroscopy, Biochim. Biophys. Acta (BBA) — Biomembr. 1860 (2018) 1253.

[46] R. Gharib, A. Najjar, L. Auezova, C. Charcosset, H. Greige-Gerges, Interaction of selected phenylpropenes with dipalmitoylphosphatidylcholine membrane and their relevance to antibacterial activity, J. Membr. Biol. 250 (2017) 259.

[47] T. Kondela, E. Dushanov, M. Vorobyeva, K. Mamatkulov, E. Drolle, D. Soloviov, P. Hrubovčák, K. Kholmurodov, G. Arzumanyan, Z. Leonenko, N. Kuˇcerka, Investigating the competitive effects of cholesterol and melatonin in model lipid membranes, Biochim. Biophys. Acta (BBA)— Biomembr. 1863 (2021) 183651.

[48] Y. V. Zaytseva, S. V. Adichtchev, N. V. Surovtsev, Raman study of temperature-induced hydrocarbon chain disorder in saturated phosphatidylcholines, Chem. Phys. Lipids 230 (2020) 104926.

[49] R. N. A. H. Lewis, R. N. McElhaney, Membrane lipid phase transitions and phase organization studied by Fourier transform infrared spectroscopy, Biochim. Biophys. Acta (BBA— Biomembr. 1828 (2013) 2347.

[50] S. Kurakin, D. Badreeva, E. Dushanov, A. Shutikov, S. Efimov, A. Timerova, T. Mukhametzyanov, T. Murugova, O. Ivankov, K. Mamatkulov, G. Arzumanyan, V. Klochkov, N. Kuˇcerka, Arrangement of lipid vesicles and bicelle-like structures formed in the presence of Aβ(25–35) peptide, Biochim. Biophys. Acta (BBA) — Biomembr. 1866 (2024) 184237.

[51] Z. Movasaghi, S. Rehman, I. U. Rehman, Raman spectroscopy of biological tissues, Appl. Spectrosc. Rev. 42 (2007) 493.

[52] A. V. Veluthandath, W. Ahmed, J. Madsen, H. W. Clark, A. D. Postle, J. S. Wilkinson, G. S. Murugan, Quantification of lung surfactant lipid (dipalmitoylphosphatidylcholine/sphingomyelin) ratio in binary liposomes using Raman spectroscopy, J. Raman Spectrosc. 55 (2024) 386.

[53] H. A. Esawii, K. Mamatkulov, H. A. Mahran, G. Arzumanyan, N. Mohamed, Investigation into Alzheimer’s-related amyloid-β conformational transformations and stability influenced by green iron oxide nanoparticles (GIONP), Intern. J. Biol. Macromol. 298 (2025) 140124.

[54] S. Rivas-Arancibia, E. Rodriguez-Martinez, I. Badillo-Ramirez, U. Lopez-Gonzalez, J. M. Saniger, Structural changes of amyloid beta in hippocampus of rats exposed to ozone: A Raman spectroscopy study, Front. Mol. Neurosci. 10 (2017) 137.

[55] C. Mensch, P. Bultinck, C. Johannessen, The effect of protein backbone hydration on the amide vibrations in Raman and Raman optical activity spectra, Phys. Chem. Chem. Phys. 21 (2019) 1988.

[56] S. Ramos, J. C. Lee, Raman spectroscopy in the study of amyloid formation and phase separation, Biochem. Soc. Trans. 52 (2024) 1121.

[57] S.-Y. Lin, H.-L. Chu, H.-L. Wei, Secondary conformations and temperature effect on structural transformation of amyloid β(1–28), (1–40) and (1–42) peptides, J. Biomol. Struct. Dyn. 20 (2003) 595.

[58] N. C. Maiti, M. M. Apetri, M. G. Zagorski, P. R. Carey, V. E. Anderson, Raman spectroscopic characterization of secondary structure in natively unfolded proteins: α-synuclein, J. Am. Chem. Soc. 126 (2004) 2399.

[59] A. Sadat, I. J. Joye, Peak Fitting Applied to Fourier transform infrared and Raman spectroscopic analysis of proteins, in: Appl. Sci., 2020.

[60] S. Ngarize, H. Herman, A. Adams, N. Howell, Comparison of changes in the secondary structure of unheated, heated, and high-pressure-treated β-lactoglobulin and qvalbumin proteins using Fourier transform Raman spectroscopy and self-deconvolution, J. Agric. Food Chem. 51 (2004) 6470.

[61] F. Tofoleanu, N.-V. Buchete, Alzheimer Aβ peptide interactions with lipid membranes, Prion 6 (2012) 339.

[62] H. Ahyayauch, M. E. Masserini, A. Alonso, F. M. Go˜ni, Understanding Aβ peptide binding to lipid membranes: A biophysical perspective, in: Intern. J. Mol. Sci., 2024.

[63] M. Yang, K. Wang, J. Lin, L. Wang, F. Wei, J. Zhu, W. Zheng, L. Shen, Gel phase membrane retards amyloid β-peptide (1–42) fibrillation by restricting slaved diffusion of peptides on lipid bilayers, Langmuir 34 (2018) 8408.

[64] C. Poojari, A. Kukol, B. Strodel, How the amyloid-β peptide and membranes affect each other: An extensive simulation study, Biochim. Biophys. Acta (BBA) — Biomembr. 1828 (2013) 327.

[65] B. Shivu, S. Seshadri, J. Li, K. A. Oberg, V. N. Uversky, A. L. Fink, Distinct β-sheet structure in protein aggregates determined by ATR–FTIR spectroscopy, Biochem. 52 (2013) 5176.

[66] M. Suzuki, T. Miura, Effect of amyloid β-peptide on the fluidity of phosphatidylcholine membranes: Uses and limitations of diphenylhexatriene fluorescence anisotropy, Biochim. Biophys. Acta (BBA) — Biomembr. 1848 (2015) 753.

[67] M. Inayathullah, D. B. Teplow, Structural dynamics of the ΔE22 (Osaka) familial Alzheimer’s disease-linked amyloid β-protein, Amyloid 18 (2011) 98.

[68] M. Suzuki, T. Miura, Effect of amyloid β-peptide on the fluidity of phosphatidylcholine membranes: Uses and limitations of diphenylhexatriene fluorescence anisotropy, Biochim. Biophys. Acta 1848 (2015) 753.